自行制备生物素标记抗体是许多科研实验室为了满足特定实验需求(如节省成本、标记稀有抗体或进行特殊定制)而掌握的一项重要技术。本文将全面介绍生物素标记抗体的制备原理、详细步骤、纯化验证方法以及常见问题解决方案,为您提供一份实用的操作指南。
在开始之前,了解自制的动机能帮助我们明确目标:
生物素(Biotin)是一种小分子维生素,可通过其羧基与抗体表面的伯氨基(主要是赖氨酸残基的ε-氨基)共价结合。这一过程通常需要借助活化后的生物素衍生物——生物素化试剂(如NHS-LC-Biotin)来完成。
移液器、离心机、冰盒、旋转混合仪或摇床、紫外分光光度计等。
以下以NHS-LC-Biotin标记1mg IgG为例,提供标准流程。
从冰箱中取出NHS-LC-Biotin,恢复至室温后短暂离心。用超纯水配制新鲜的高浓度储存液(如10 mM),并立即使用,因为NHS酯在水溶液中不稳定。
这是最关键的一步。生物素与抗体的摩尔比(Biotin:Antibody)直接影响标记效率。通常,5:1 到 20:1 是常用的起始范围。
计算公式:
所需生物素体积 (μL) = [抗体质量 (mg) / 抗体分子量 (150,000 Da)] * 摩尔比 * [生物素分子量 (556.6 Da) / 生物素储存液浓度 (mM)]
举例:用10 mM NHS-LC-Biotin,以10:1的摩尔比标记1mg IgG。
体积 = (1 / 150,000) * 10 * (556.6 / 10) * 10^6 ≈ 37 μL
(注:乘以10^6是为了将升转换为微升)
将计算好的生物素试剂缓慢加入到抗体溶液中,边加边轻轻涡旋混匀。
将反应体系在室温下避光孵育30分钟至2小时。置于旋转混合仪或摇床上轻轻晃动以确保充分反应。
反应结束后,必须将未反应的生物素去除,否则会严重干扰后续实验。
使用Nanodrop或紫外分光光度计测定纯化后抗体的浓度(A280)。分装后于**-20℃**保存,避免反复冻融。
问题 | 可能原因 | 解决方案 |
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标记后抗体活性丧失 | 标记比例过高,破坏了抗体的抗原结合域 | 降低生物素:抗体的摩尔比(如从20:1降至5:1) |
背景过高 | 游离生物素未去除干净;标记比例过高 | 确保纯化步骤彻底;优化纯化方案(换用更好的柱子或延长透析时间);降低标记比例 |
信号弱 | 标记比例太低;游离生物素残留 | 提高摩尔比;确保抗体本身活性良好;彻底去除游离生物素 |
抗体发生沉淀 | 反应过程中局部浓度过高或pH不当 | 确保抗体和生物素试剂在混合前都已完全溶解在合适的缓冲液中;在冰上操作或降低反应浓度 |
自制生物素标记抗体是一项非常实用的技术,但其成功依赖于对细节的把控:纯净的抗体原料、合适的摩尔比、彻底的纯化是三大关键。对于初次尝试者,建议先使用少量廉价抗体进行预实验,优化条件后再标记珍贵样品。